Disseminação de Salmonella na cadeia produtiva de suínos por Luciano dos Santos Bersot - Versão HTML

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UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO

FACULDADE DE CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS

Programa de Pós-graduação em Ciência dos Alimentos

Área de Bromatologia

Disseminação de Salmonella na cadeia produtiva de suínos

Luciano dos Santos Bersot

Tese para obtenção do grau de

DOUTOR

Orientador:

Prof. Dr. Maria Teresa Destro

São Paulo

2005

ii

UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO

FACULDADE DE CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS

Programa de Pós-graduação em Ciência dos Alimentos

Área de Bromatologia

Disseminação de Salmonella na cadeia produtiva de suínos

Luciano dos Santos Bersot

Tese para obtenção do grau de

DOUTOR

Orientador:

Prof. Dr. Maria Teresa Destro

São Paulo

2005

iii

Luciano dos Santos Bersot

Disseminação de Salmonella na cadeia produtiva de suínos

Comissão Julgadora

da

Tese para obtenção do grau de Doutor

Profa. Dra. Maria Teresa Destro

orientador/presidente

Profa. Dra. Bernadette D.G.M. Franco

1o. examinador

Dra. Ivone Delazari

2o. examinador

Prof. Dr. José Paes de A. Nogueira Pinto

3o. examinador

Prof. Dr. Wladimir Padilha da Silva

4o. examinador

São Paulo, 19 de dezembro de 2005.

iv

AGRADECIMENTOS

Este trabalho contou com a participação de inúmeras pessoas e empresas, que foram fundamentais para a execução do mesmo. Procurei não esquecer ninguém, nem tenho este direito, espero que todos se sintam agradecidos! Mas, se por acaso acabei injustamente esquecendo de citar alguém, peço desculpas pelo esquecimento e agradeço a você.

A Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo, FAPESP, pelo auxílio financeiro sem o qual não seria possível executar o projeto;

À Pró-Reitoria de Pesquisa e Pós-Graduação, PRPPG, da Universidade Federal do Paraná, UFPR, que permitiu a remuneração de minha bolsa através do Programa Institucional de Capacitação Docente – PICDT e também à Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior – CAPES pelo fornecimento das cotas de bolsas para nossa instituição;

A minha orientadora, professora Maria Teresa Destro, por sua capacidade técnica e intelectual, por ter acreditado no projeto depois de um processo longo e doloroso de mudanças e por ter aceitado orientar este trabalho;

A professora Bernadette Dora Gombossy de Mello Franco, coordenadora do curso de pós-graduação em Ciência dos Alimentos, por seu brilho como pesquisadora e sua capacidade de manter o curso com tamanha excelência;

Ao Sr. Luis Henrique da Biocontrol, por ter cedido parte dos testes rápidos o que foi uma colaboração importantíssima.

A FRIMESA por ter permitido que o trabalho fosse executado sem restrição alguma, por ter me recebido de portas abertas, sem dúvida é um exemplo a ser seguido, porque a pesquisa universitária aplicada precisa muito do estreito convívio. Espero que este seja o início de uma relação duradoura e produtiva para ambas as partes.

Ao Médico Veterinário Fausto Maluf, por todo o seu apoio, dedicação e disponibilidade em ter sido um grande braço direito na execução deste trabalho.

Sem a sua ajuda talvez às coisas se complicassem no caminho.

A Médica Veterinária, Fiscal Agropecuário do Ministério de Agricultura, Pecuária e Abastecimento, Márcia Cristina Nonnemacher, por toda sua inestimável ajuda v

durante as coletas de amostras durante o abate e sua preocupação que tudo desse certo.

Ao Tecnólogo de alimentos e especialista em Higiene, Processamento e Vigilância de produtos de origem animal, João Carlos Vieira Bandeira, por toda sua dedicação e ajuda nas coletas de amostras durante o abate dos animais.

Ao Tecnólogo de alimentos, encarregado do abate, Ernani Luiz Bulow, por toda sua dedicação, paciência, e ajuda nas coletas de amostras durante o abate dos animais.

Aos funcionários do frigorífico, os auxiliares de inspeção por toda a paciência e gentileza no auxílio das coletas;

Ao Médico Veterinário, Fiscal Agropecuário do MAPA, Januário Laskoski, por sua inestimável ajuda durante as coletas de amostras na madrugada do desembarque dos animais no matadouro.

Ao pessoal do turno da noite do frigorífico, sempre dedicados e atenciosos para que tudo corresse dentro dos conformes.

A Sueli Aparecida Fernandes do Instituto Adolfo Lutz pela realização da maior parte das sorotipagens realizadas. Pela sua compreensão e ajuda principalmente nesta última “leva” de cepas que extrapolaram muito que tínhamos em mente.

A Eliana Falavina dos Reis da FioCruz que realizou parte das sorotipagens sem restrição alguma e que foi fundamental para a execução do projeto de pesquisa.

À amiga e funcionária Rosana dos Reis Andrade, por toda a paciência e ajuda nas análises, principalmente no final do projeto quando eu já estava ficando louco de tanta coisa pra fazer ao mesmo tempo;

Ao meu ex-orientado e hoje Médico Veterinário, Nelson Kodama Lançoni Raymundo por sua inestimável colaboração nas coletas de amostras no matadouro e sua disponibilidade para ajudar no que fosse possível;

A minha orientada Krishna Raquel Marques, estudante de Ciências Biológicas na UNIPAR por sua amizade e toda ajuda dispensada no laboratório que foi essencial para que eu conseguisse concluir o trabalho;

A todos os produtores sempre tão gentis e solícitos e que abriram as portas de suas propriedades sem restrições para a coleta das amostras.

vi

Ao amigo Vinicius Cunha Barcellos, ex-colega de república, amigo de graduação, um grande parceiro de trabalho, pela sua preocupação em conseguir contratar os professores substitutos nestes 04 anos, e por ter permitido que eu saísse para o doutorado antes dele;

A amiga Cybelle de Souza, professora da UFPR, Campus Palotina, por sua amizade, sapiência e dedicação;

Ao amigo Heitor Daguer, Fiscal Agropecuário do MAPA, um grande parceiro no Paraná, por todo o seu conhecimento, caráter, determinação e dedicação à causa da Inspeção sanitária de alimentos;

À Jeniffer Krauspenhar Paranhos, por sua amizade, seu amor e companheirismo, e por ter me aturado nos dias mais estressantes e por ter me ajudado a realizar coleta de amostras praticamente na véspera do Natal;

Ao amigo e colega de mestrado e doutorado, Cristiano Andrigheto por toda a sua ajuda, dedicação e amizade nesses anos de convívio.

A Lina Aragon, por toda sua ajuda e sua amizade. Sinto pena de não ter podido conviver mais com ela.

A todos os colegas de pós-graduação, desculpem por não denominar aqui, poderia esquecer alguém, o fato é que convivi muito pouco com eles, mas estávamos no mesmo barco, agradeço a vocês.

À professora Maria Lucia Masson, coordenadora do curso de pós-graduação em Tecnologia de Alimentos da UFPR, por ter me recebido de forma tão calorosa e por ter mostrado uma luz no fim do túnel

A todos os professores que tive nestes anos de estudo, desde o colégio, onde fui alfabetizado, onde aprendi a ser cidadão acima de tudo, os do cursinho, os professores da graduação, da residência em Botucatu, do mestrado e do doutorado, nestes 28 anos em que estive numa sala de aula. Todos eles tiveram uma parcela de importância, cada um no seu período, cada um no seu lugar.

Aos meus alunos de graduação, que desde que me tornei professor para atender a um anseio e um desejo profissional, me desafiam todos os dias, e que me obrigam a estudar e a me manter atualizado.

vii

Ao Thomas, Miucha, Tutu e Indiana, meus companheiros de quatro patas, dedicados e fiéis, amigos incondicionais.

Ao grande amigo Paes (José Paes de Almeida Nogueira Pinto), que é para mim uma referência muito importante,um amigo que não tenho palavras para expressar. Acho que boa parte do que sei ou que fiz passou no mínimo por uma conversa com ele, passou por um conselho, um telefonema, um e-mail... Eu queria, inclusive, muito mais que agradecer, dedicar esta tese a ele por sua importância e por sua representação.

viii

RESUMO

O presente trabalho teve por objetivos determinar possíveis fontes de contaminação dos suínos por Salmonella nas granjas de criação; verificar o comportamento de Salmonella na cadeia produtiva de suínos (do nascimento à terminação e ao longo das etapas de transporte, descanso, abate e frigorificação); correlacionar os sorotipos de Salmonella sp. isolados durante as etapas de criação e pré-abate com aqueles oriundos do abate e frigorificação das carcaças; caracterizar o perfil de resistência de Salmonella sp. utilizando como ferramenta para diferenciação dos sorotipos encontrados, verificar a eficiência de metodologias de isolamento de Salmonella. Desde o nascimento até o abate, a cada 10 dias, foram coletadas amostras de fezes, de ambiente, de ração do cocho, de ração da fábrica e estoque, da água de beber e água de abastecimento em 6 lotes de suínos provenientes de 03

granjas distintas, (2 lotes de cada) localizadas na região oeste do Estado do PR.

Destes mesmos lotes, foi acompanhado o pré-abate e abate através da coleta de amostras em 12 pontos ao longo do fluxograma de abate. Durante o confinamento, independente do lote, do ponto ou da data foram isolados 9 sorotipos diferentes de Salmonella ( S. 4,5, S. 4,5,12:i:-, S. 4,5,12:i:1,2, S. Agona, S. Derby, S. Mbandaka, S.

Panama, S. Poona, S. Typhimurium) e uma cepa não tipável ( S. enterica subsp .

enterica cepa rugosa). Das amostras coletadas durante o pré-abate e o abate também foram identificadas 9 sorotipos, 3 dos quais não haviam sido isolados nas granjas ( S. Give, S. Meleagridis e S. Worthington), sendo que não foram detectados os sorotipos S. Derby, S. 4,5,12:-:1,2 e S. Poona. Foi elevado o percentual de cepas de Salmonella resistentes à pelo menos um antimicrobiano (93,7%) sendo que 62,9% foram resistentes a mais de um. Pelos resultados encontrados pode-se chegar as seguintes conclusões: a etapa de terminação foi aquela com maior importância para o isolamento de Salmonella sp. durante a criação; a existência de cepas multi-resistentes a antibióticos deve ser considerada como risco à saúde pública; o transporte e descanso dos animais nas pocilgas do matadouro mostraram ser etapas importantes para o aumento da excreção de Salmonella sp. pelos suínos ix

portadores; A contaminação existente nas granjas e em algumas etapas do início do processo de abate não se refletiu nas carcaças abatidas e frigorificadas, em virtude de um processamento tecnológico de abate bem executado; o pré-enriquecimento mostrou ser uma etapa essencial para o isolamento de Salmonella a partir de fezes e o método alternativo utilizado mostrou ser eficiente como um método de triagem para a identificação de Salmonella sp. das amostras analisadas.

Palavras-chave: Salmonella, cadeia produtiva, disseminação, suíno x

ABSTRACT

The objective of the present trial was to correlate the serotypes of Salmonella sp.

isolated during breeding and pre-slaughter with those isolated from slaughter and cooling of carcasses, according to the “from farm to table” concept. From birth to slaughter, every 10 days, samples of feces, the environment of the facility, feed leftovers, feed upon arrival and feed in stock, drinking water and supply water were collected from 6 groups of swine of 3 different breeding units (2 groups of each) located in the west region of the state of Parana, Brazil. The same groups were sampled during pre-slaughter and slaughter in 12 points throughout the slaughter procedure. During confinement, no matter the group, sampling point or date, 9

different Salmonella serotypes were isolated ( S. 4,5, S. 4,5,12:i:-, S. 4,5,12:i:1,2, S.

Agona, S. Derby, S. Mbandaka, S. Panama, S. Poona, S. Typhimurium), besides one non-typed strain (rough S. enterica subsp . enterica). From the samples collected during pre-slaughter and slaughter, 9 serotypes were identified, of which 3 had not been isolated in the breeding facilities ( S. Give, S. Meleagridis and S. Worthington).

Serotypes S. Derby, S. 4,5,12:-:1,2 and S. Poona were not identified. A large percentile of Salmonella strains was resistant to at least one antimicrobial compound (93.7%), and 62.9% were resistant to more than one. The existence of multiresistant strains should be considered as a public health problem. It was observed that feces presented the greatest epidemiological importance in the dissemination of Salmonella in all breeding stages, and confinement-finishing units were the most important sites of Salmonella sp isolation; transport and rest of the animals in the slaughter pens were important stages in the increase of the Salmonella shedding by carrier animals; there was no direct correlation between the contamination of the breeding facility and positive results obtained in the slaughter, as assessed by carcass contamination.

Key words: Salmonella, production chain, dissemination, swine.

xi

xii

LISTA DE FIGURAS

Quadro 1: Distribuição das datas de início de acompanhamento dos lotes e seus

respectivos abates. ............................................................................................14

Figura 1: Fluxograma da produção de suínos em sistema intensivo de múltiplos

locais e os respectivos pontos de coletas de amostras para pesquisa de

Salmonella sp.....................................................................................................15

Figura 2: Fluxograma do abate de suínos e os respectivos pontos de coleta de

amostra para pesquisa de Salmonella sp. .........................................................16

Figura 3: Áreas de amostragem da superfície externa e interna das carcaças suínas,

pontos 23, 28 e 30 (Figura 2). ............................................................................22

Figura 4: Protocolos de análises para pesquisa de Salmonella sp. em fezes ...........25

Figura 5: Esquema de detecção de Salmonella sp. através do método Assurance®

Gold Salmonella EIA (Biocontrol™) ....................................................................27

Figura 6: Distribuição das 81 amostras de fezes positivas para Salmonella de acordo

com o método empregado: sem pré-enriquecimento (Protocolo 1) e com pré-

enriquecimento em água peptonada tamponada (APT) (Protocolo 2). ..............75

xiii

LISTA DE TABELAS

Tabela 1: Ocorrência de Salmonella sp. por ponto e por dia de coleta realizada na

Granja 1 (LOTE 1A). ..........................................................................................31

Tabela 2: Ocorrência de Salmonella sp. por ponto de coleta no frigorífico dos suínos

provenientes da Granja 1 (LOTE 1A). ................................................................32

Tabela 3: Ocorrência de Salmonella sp. por ponto e por dia de coleta realizada na

Granja 1 (LOTE 1B). ..........................................................................................34

Tabela 4: Ocorrência de Salmonella sp. por ponto de coleta no frigorífico dos suínos

provenientes da Granja 1 (LOTE 1B). ................................................................36

Tabela 5: Ocorrência de Salmonella sp. por ponto e por dia de coleta realizada na

Granja 2 (lote 2A). ..............................................................................................39

Tabela 6: Ocorrência de Salmonella sp. por ponto de coleta no frigorífico dos suínos

provenientes da Granja 2 (lote 2A). ...................................................................40

Tabela 7: Ocorrência de Salmonella sp. por ponto e por dia de coleta realizada na

Granja 2 (lote 2B). ..............................................................................................42

Tabela 8: Ocorrência de Salmonella sp. por ponto de coleta no frigorífico dos suínos

provenientes da Granja 2 (lote 2B). ...................................................................43

Tabela 9: Ocorrência de Salmonella sp. por ponto e por dia de coleta realizada na

Granja 3 (lote 3A). ..............................................................................................45

Tabela 10: Ocorrência de Salmonella sp. por ponto e por dia de coleta realizada na

Granja 3 (lote 3B). ..............................................................................................46

Tabela 11: Ocorrência de Salmonella sp. por ponto e por dia de coleta realizada na

Unidade de Crescimento e Terminação da Granja 3 (lote 3AB). .......................47

Tabela 12: Ocorrência de Salmonella sp. por ponto de coleta no frigorífico dos

suínos provenientes da Granja 3 (lote 3AB).......................................................48

Tabela 13: Ocorrência de Salmonella nas diferentes amostras examinadas em

unidade produtoras de leitões e unidades de crescimento e terminação...........50

Tabela 14: Número e percentual de isolamento de Salmonella sp. para os diferentes

locais de alojamento dos animais e tipos de amostras examinadas. .................52

Tabela 15: Número de amostras positivas para Salmonella sp. por ponto de coleta em estabelecimento industrial de abate para cada um dos lotes examinados...55

Tabela 16: Distribuição dos sorotipos de Salmonella encontrados nas granjas, por ponto de coleta...................................................................................................63

xiv

Tabela 17: Distribuição dos sorotipos de Salmonella encontrados no estabelecimento industrial de abate por ponto de coleta. ..................................64

Tabela 18: Distribuição das 210 cepas de Salmonella spp. isoladas ao longo da cadeia produtiva de suínos, de acordo com os sorotipos e os perfis de resistência aos antimicrobianos testados...........................................................70

Tabela 19: Eficiência de meios de enriquecimentos seletivo para o isolamento de Salmonella sp. de um total de 79 amostras de fezes submetidas ao pré-

enriquecimento...................................................................................................77

Tabela 20: Resultados obtidos para a pesquisa de Salmonella sp. ao longo de 12

pontos do processo de abate de suínos, de acordo com a metodologia

convencional (USDA, 2002) e alternativa (Assurance® Gold Salmonella EIA

[Biocontrol™]) .....................................................................................................79

xv

SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO ......................................................................................................... 1

2. OBJETIVOS ........................................................................................................... 11

3. MATERIAL E MÉTODOS ....................................................................................... 12

3.1. Material ...........................................................................................................12

3.1.1. Local de produção....................................................................................12

3.1.2. Local de abate..........................................................................................12

3.2. Métodos ..........................................................................................................13

3.2.1. Amostragem .............................................................................................13

3.2.1.1. UPL....................................................................................................17

3.2.1.2. UCT ...................................................................................................18

3.2.1.3. Local de Abate...................................................................................18

3.2.2. Pesquisa de Salmonella sp. .....................................................................23

3.2.2.1. Método convencional.........................................................................23

3.2.2.2. Método alternativo .............................................................................26

3.3. Perfil de resistência a antimicrobianos............................................................28

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO.............................................................................. 29

4.1. Correlação dos sorotipos de Salmonella na cadeia produtiva de suínos........29

4.2. Perfil de resistência de Salmonella a antimicrobianos ....................................67

4.3. Avaliação de métodos de detecção de Salmonella sp....................................75

5. CONCLUSÕES ...................................................................................................... 81

6- REFERÊNCIAS...................................................................................................... 82

1. INTRODUÇÃO

As Enfermidades Transmitidas por Alimentos (ETA) têm sido, nos últimos anos, motivo de discussões, levando a procura em todo o mundo por estratégias que permitam o seu controle e, conseqüentemente, a garantia da colocação de produtos inócuos no mercado consumidor (MOTARJEMI & KÄFERSTEIN, 1999).

O aumento exponencial de ETA verificado nos últimos anos em muitos países é influenciado por vários fatores, o que dificulta o seu controle pelas autoridades de saúde pública. A criação intensiva dos animais de produção é um deles (MOTARJEMI & KÄFERSTEIN, 1999).

Estes sistemas intensivos de criação são predominantes em países

desenvolvidos e vêm sendo implantados naqueles em desenvolvimento, como forma de aumentar a produção de proteína animal (D’SILVA, 2000).

Tais sistemas, muito empregados na avicultura e suinocultura modernas, vêm suprir a necessidade de maior produtividade em menor tempo, para uma população mundial que aumenta a cada dia. Enquanto que em 1940 um produtor norte-americano produzia alimento para 11 pessoas, em 1990, através da modernização da produção, estes valores subiram para 80. Isto revela um significativo aumento na produtividade animal, basicamente associado a três fatores: melhoramento genético, nutrição e industrialização de processos (Rollin, 1995 apud MACHADO FILHO & HÖTZEL, 2000).

Criar sob confinamento foi o caminho encontrado para reduzir trabalho, evitar perda energética dos animais e ganhar espaço, colocando-os sob fácil controle (Rollin, 1995 apud MACHADO FILHO & HÖTZEL, 2000).

2

Especificamente em relação aos suínos, a partir de 1996 mais da metade dos animais em todo o mundo foi produzido utilizando o sistema intensivo de criação (Haan et al. apud D’SILVA, 2000).

A carne suína é a principal fonte de proteína de origem animal produzida no mundo, conforme dados do United States Department of Agriculture - USDA, compilados por TRAMONTINI (2000), sendo a China o principal produtor. Segundo dados da Associação Brasileira de Criadores de Suínos, ABCS, o Brasil, no ano de 2003, continuou ocupando a 4ª posição em produção mundial de carne suína com 2,79 mil toneladas produzidas contra 44,7, 20,8 e 8,76 mil ton., respectivamente, da China, União Européia e EUA (ABCS, 2004). De uma forma geral, a produção nacional desse tipo de carne vem apresentando índices consideráveis de crescimento nos últimos 22 anos, em torno de 4% ao ano (ABCS, 2003). De todo o volume produzido no Brasil em 2003, 17,6% foi destinado à exportação, sendo a Rússia o principal importador e responsável pela aquecimento das exportações brasileiras no período (ABCS, 2004).

Segundo dados da ABCS, a colonização européia influenciou a criação intensiva de suínos, especialmente na Região Sul do país, onde se concentra a maior parte das suinoculturas e indústrias de transformação que, por conseqüência, levou ao desenvolvimento de uma tecnologia de ponta naquela região (ABCS, 2003). Esta modernização da suinocultura no Brasil teve seu processo acelerado a partir de 1978, quando foram diagnosticados casos de peste suína africana, que levaram a tomada de ações sanitárias importantes (MARQUES, 2003).

Em termos da evolução do consumo de carne suína no Brasil, em 1990 o consumo per capita por ano era de 7 kg, dando um salto até 2003, para 13

kg/hab/ano. A maior média de consumo se concentra nas Regiões Sul e Sudeste: 3

15,5 e 20 kg/hab/ano, respectivamente (ABCS, 2004). Entretanto, este valor ainda está aquém de outros países como Dinamarca e Espanha que somam juntas o maior consumo de carne suína per capita, com média de 66,8 kg/hab/ano no ano de 2003, segundo dados da FAO/USDA e compilados pela ABCS (ABCS, 2004).

O sistema de criação sob confinamento, se por um lado foi um dos

responsáveis pelo aumento na produtividade, gerando carne suficiente para suprir a demanda mundial, por outro apresentou alguns inconvenientes, especialmente àqueles relacionados ao comportamento, bem-estar animal, poluição ambiental e disseminação de patógenos (D’SILVA, 2000). Estes últimos, apesar de, na maioria das vezes, não se manifestarem clinicamente nos animais alojados nas granjas, passam a ser veiculados, principalmente pelo trato gastrintestinal, possibilitando a contaminação das carcaças durante o abate e processamento industrial.

Entre os patógenos veiculados, assim como ocorre na avicultura, destaca-se Salmonella. A carne e derivados de suínos são considerados fontes importantes de contaminação por essa enterobactéria (SWANENBURG et al. , 2001d), sendo superados apenas pelos produtos avícolas (HALD et al. , 1999). A importância da disseminação de Salmonella vem sendo amplamente estudada na cadeia produtiva de aves, como revisado por SILVA & DUARTE (2002).

Na produção em sistema de confinamento existem inúmeros fatores que podem contribuir para maior prevalência de Salmonella nos suínos, como a falta de higiene na granja, a presença de pragas nos locais de criação, a contaminação dos alimentos e água oferecidos, o uso de antibióticos de amplo espectro como promotores de crescimento e a presença de animais portadores (BERENDS et al. , 1996; SWANENBURG et al. , 2001a). A etapa de criação, portanto, pode ser epidemiologicamente muito importante na disseminação de Salmonella e, 4

conseqüentemente, dar origem a um produto contaminado (SWANENBURG et al. , 2001a). No pré-abate, o estresse do transporte dos animais do local de criação para o matadouro-frigorífico também está relacionado ao aumento da prevalência e maior excreção de Salmonella no ambiente (BERENDS et al. , 1996).

Mais de 95% dos casos e/ou surtos de salmonelose humana são de origem alimentar, sendo os alimentos de origem animal os veículos mais importantes (JACKSON et al. , 1991).

Nos EUA, Salmonella é responsável anualmente por 1,3 milhões de casos de ETA (9,7% do total) e 31% do total de mortes associadas ao consumo de alimentos (MEAD et al. , 1999). Apesar de não haver um consenso, Salmonella foi o agente causador de ETA mais freqüentemente isolado em 2003, nos EUA (CDC, 2005).

Na América Latina, entre 1995 e 2001, foram relatados 5300 surtos de ETA, 175 mil casos e 274 mortes. No sul da América do Sul 38,1% dos surtos ocorreram no Brasil, 24,8% no Chile, 11,1% na Argentina, 8,3% no Peru, 8,2% no Uruguai, 6,3% no Paraguai e 3,2% no Equador. Porém, a avaliação destes dados deve ser criteriosa, pois os levantamentos epidemiológicos podem ser precários em alguns países, não refletindo a realidade (FRANCO et al. , 2003). As bactérias foram responsáveis por 86,2% e 94,8% dos surtos e casos, respectivamente, onde o agente etiológico era conhecido. Nestes mesmos países, foram relatados 406 surtos e 16.304 casos de salmonelose entre 1995 e 2001 (FRANCO et al. , 2003).

Anualmente, muitos casos de salmonelose humana ocorrem em decorrência do consumo de carne suína contaminada e, apesar das preocupações com a inocuidade dos alimentos, tem-se observado um aumento na prevalência de Salmonella na produção, no abate e no processamento desses animais (SWANENBURG et al. , 2001a). Na Polônia, Holanda e Alemanha estima-se que 15-5

20% dos casos de salmonelose estejam associados com o consumo de carne suína (BERENDS et al. , 1997; BORCH et a., 1996).

Adicionalmente, fatores relacionados ao uso indiscriminado de antibióticos de uso terapêutico e de promotores de crescimento na suinocultura, têm sido apontados como responsáveis pelo surgimento de linhagens de Salmonella sp. multi-resistentes aos antibióticos (WHO, 1980; THRELFALL et al. , 1993; TOLLEFSON et al., 1997), proporcionando maior persistência do patógeno na cadeia produtiva e, conseqüentemente, maior vulnerabilidade aos consumidores (ÂNGULO et al. , 2000).

Como salientado, os sistemas de produção podem ter um papel significativo na disseminação de patógenos e mecanismos de controle têm que ser assegurados para garantir a inocuidade alimentar (DAVIES et al. , 1998). Vários estudos têm determinado a prevalência de Salmonella em granjas de suínos criados em sistema intensivo de produção (BAGGESEN et al. 1996; BOTTELDOORN et al. , 2003; DAVIES et al. , 1998; DAVIES et al. , 1999; FUNK et al. , 2001; KICH et al. , 2005; LÁZARO et al. , 1997; LETELLIER et al. , 1999; OLIVEIRA et al. , 2002; SWANENBURG et al, 2001a; SWANENBURG et al. , 2001d; van der WOLF et al. , 1999).

Estes estudos basearam-se em avaliações sorológicas, imuno-enzimáticas e/ou bacteriológicas das fezes ou de linfonodos, o que pode não permitir uma real comparação entre as prevalências encontradas, em função do método analítico (BOTTELDOORN et al. , 2003). De qualquer modo, a prevalência de Salmonella em rebanhos avaliados por diversos pesquisadores e em inúmeros países como Holanda, Dinamarca, Inglaterra, Bélgica, Estados Unidos e Brasil, variou de 6,5 a 60%.

6

Epidemiologicamente,

estes estudos têm indicado a possibilidade de que a

contaminação do produto final pelo patógeno se dê pela presença de sorotipos de Salmonella presentes na fase de produção intensiva desses animais, isto é, nas granjas.

Porém, nos estudos anteriormente citados, não se determinou diretamente o reflexo da presença de Salmonella no local de produção em animais abatidos, por meio do seu acompanhamento desde o nascimento até a frigorificação.

A infecção dos suínos por Salmonella é quase sempre subclínica com exceção daquela causada pelos sorotipos S. Choleraesuis, S. Typhisuis e ocasionalmente por S. Typhimurium (BERENDS et al. , 1996; BOTTELDOORN et al. , 2003; UZZAL et al, 2000). Esses animais carreadores assintomáticos podem se constituir em um importante fator de risco de contaminação da cadeia produtiva (LAVAL et al. ,1991).

IVANEK et al. (2004) estabeleceram um modelo preditivo e por ele estimaram que em torno de 11% dos suínos em idade de abate podem excretar Salmonella pelas fezes. Segundo dados de BERENDS et al. (1996) a possibilidade dos suínos se tornarem infectados por Salmonella durante o confinamento, principalmente no estágio final da produção (Granjas de Terminação), é da ordem de 85%. Se há 1 lote de animais confinados contaminado, a probabilidade de disseminação para outros lotes é de 90%. Isto porque, os animais que excretam fezes contaminadas por Salmonella podem levar à contaminação cruzada de outros animais da propriedade (FEDORKA-CRAY et al. , 1994), principalmente pela via fecal-oral.

Esses dados nos permitem inferir que Salmonella sp. nas granjas de criação de suínos tem uma importância considerável, a julgar pela possibilidade de transferência dessa contaminação às carcaças abatidas. Segundo FEDORKA-CRAY

7

et al. (1994), as fezes contendo Salmonella podem causar contaminação no local de abate e processamento da carne suína contaminando, conseqüentemente, o alimento.

Assim sendo, pode-se considerar que a contaminação das carcaças suínas durante as etapas de abate é resultado da conjunção de dois fatores: o primeiro deles, a situação de infecção por Salmonella do rebanho a ser abatido, que segundo BERENDS et al. (1997), representaria 70%, e o segundo, a higiene do abate que proporcionaria a contaminação cruzada, representando os 30% restantes. Na maior parte das vezes, os sorotipos de Salmonella sp. presentes no ambiente de abate são um reflexo daqueles provenientes dos suínos abatidos (BOTTELDOORN et al. , 2003).

Não há como não atribuir ao suíno portador uma real possibilidade de contaminação do ambiente de abate. Quanto maior for a prevalência de suínos portadores no momento do abate, maior será a possibilidade de contaminação das carcaças. Neste particular, passa ter importância uma outra etapa da cadeia produtiva de suínos que pode ser epidemiologicamente importante para a qualidade do produto final, a etapa de pré-abate e descanso no estabelecimento industrial de abate (SWANENBURG et al. , 2001d).

Encerrado o período de confinamento, estando os animais prontos para o abate, após um período de jejum compreendido entre 10 e 12 horas na propriedade, os mesmos são transportados para os matadouros, onde permanecem por um período adicional de 8 a 10 horas em jejum e dieta hídrica.

Neste pré-abate, o transporte e o jejum, aliados ao estresse, lotação dos caminhões e a presença de animais portadores, podem representar um importante papel na disseminação de Salmonella entre os animais. Dados indicam que cerca de 8

30% dos suínos em idade de abate podem excretar Salmonella, podendo este percentual duplicar durante o transporte e o descanso nas pocilgas do abatedouro (BERENDS et al. , 1996). Um estudo recente concluiu que o controle da prevalência de Salmonella feito durante o período de pré-abate tem a melhor relação custo-benefício (van der GAAG, et al. , 2004).

Considerando as afirmativas anteriores, o pré-abate pode ser crucial no aumento da prevalência de Salmonella sp., mesmo que medidas sanitárias severas sejam adotadas na granja. Assim sendo, quanto maior for o índice de animais portadores, mais difícil será o controle da contaminação da carne nas etapas de abate. O controle de animais portadores deve, portanto, ser considerado como ponto fundamental para o controle da contaminação da carne (LINTON, 1979; MORROW

et al. , 1999).

Após o período de pré-abate, considerando as etapas de descanso, jejum e dieta hídrica realizadas nas pocilgas de matança do estabelecimento industrial, os animais são conduzidos para a sala de matança onde serão abatidos. A condução do abate de forma higiênica tem grande importância para a qualidade do produto final (BERENDS et al. , 1997; BOTTELDOORN et al. , 2003).

Teoricamente, acredita-se que se o processo de abate for conduzido de forma adequada, suínos portadores intestinais de Salmonella não apresentarão o patógeno em suas carcaças após o abate (SWANENBURG et al. , 2001c). Portanto, a remoção cuidadosa do trato gastrintestinal no momento da evisceração é um fator crucial na disseminação de Salmonella. A evisceração inadequada, segundo BERENDS et al.

(1997) pode contribuir com até 90% do número de carcaças contaminadas com Enterobacteriaceae. Porém, o controle efetivo da etapa de evisceração não é suficiente para garantir a inocuidade da carne suína.

9

Vários estudos vem sendo realizados em todo o mundo com o intuito de determinar as fontes potenciais de contaminação da carne suína durante as etapas de abate e processamento, e determinar a prevalência de Salmonella sp. também no alimento (BERENDS et al. , 1997; BONIN et al. , 2004; FUZIHARA, 1992; LÁZARO et al. , 1993; LÁZARO et al. , 1997; MAGNANI et al. , 2000; MARQUES et al. , 2005; SAMMARCO et al. , 1997). Estes estudos têm demonstrado que as contaminações podem ser significativas, tanto em amostras ambientais, equipamentos e utensílios quanto de amostras superficiais de carcaças ou da carne suína.

É importante frisar que processos de limpeza e desinfecção adequados, podem diminuir a adaptação de Salmonella sp. ao ambiente e sua persistência na planta de abate, ocasionando a diminuição da contaminação de novas carcaças, não havendo, contudo, possibilidade de eliminação completa (BERENDS et al. , 1997).

Tendo em vista a importância da carne suína e derivados na veiculação de Salmonella aos humanos, torna-se necessário estudar a disseminação desse patógeno ao longo das diversas etapas integradas de produção, isto é, da granja ao abate, estabelecendo o papel de cada uma delas na contaminação do produto final.

Avaliar as possíveis fontes de contaminação na produção primária, o efeito do transporte e descanso nas pocilgas, bem como das diversas etapas de abate sobre a prevalência do patógeno no produto final, pode fornecer subsídios importantes para o desenvolvimento e implantação de estratégias que resultem na diminuição dessa prevalência. Por estar a Salmonella amplamente distribuída nos sistemas de produção, tornam-se necessários estudos a serem realizados em nosso país e que os mesmos sirvam como orientação para os programas de controle e redução de Salmonella na cadeia produtiva de suínos.

10

Na complexa cadeia produtiva atual, a garantia do consumo de alimentos inócuos está relacionada à ação conjunta de produtores, médicos veterinários, pessoal envolvido nas práticas de abate, processamento industrial, comercialização e preparo domiciliar dos alimentos, de acordo com os princípios da expressão “from farm to table” (RHO et al, 2001).

11

2. OBJETIVOS

O presente trabalho teve os seguintes objetivos:

Determinar

possíveis

fontes

de contaminação dos suínos por Salmonella nas

granjas de criação;

Verificar o comportamento de Salmonella na cadeia produtiva de suínos (do nascimento à terminação e ao longo das etapas de transporte, descanso, abate e frigorificação);

Correlacionar os sorotipos de Salmonella sp. isolados durante as etapas de criação e pré-abate com aqueles oriundos do abate e frigorificação das carcaças; Caracterizar o perfil de resistência de Salmonella sp. utilizando como ferramenta para diferenciação dos sorotipos encontrados.

Verificar a eficiência de metodologias de isolamento de Salmonella.

12

3. MATERIAL E MÉTODOS

3.1. Material

Entre junho de 2003 e julho de 2005 (QUADRO 1) foram coletadas 1.298

amostras nas granjas produtoras de suínos e 270 no local de abate (matadouro-frigorífico) conforme descrito a seguir:

3.1.1. Local de produção

Foram coletadas amostras de ambiente, alimentos fornecidos aos animais, água e fezes em granjas de suínos em sistema de produção de múltiplos locais. Este sistema de múltiplos locais compreendia basicamente dois tipos de propriedades: 3.1.1.1. Unidades Produtoras de Leitões (UPL)

Propriedade com dois sistemas de alojamento dos animais, sendo o primeiro chamado de Maternidade que tem a finalidade de receber fêmeas próximas à idade do parto permanecendo aí até o vigésimo dia de vida da leitegada, em média. O

segundo alojamento tem a finalidade de receber os leitões desmamados que serão alojados nas chamadas creches onde permanecerão até o 60º dia de vida, em média.

3.1.1.2. Unidade de Crescimento e Terminação (UCT)

É a segunda propriedade e tem por finalidade receber os suínos com 61 dias, em média, alojando-os em baias coletivas até a idade de abate, 158 dias de vida, em média. Os animais são transportados das UPLs às UCTs por meio de transporte rodoviário, alojados em caminhões.

3.1.2. Local de abate

13

Foi utilizado neste experimento um estabelecimento de abate com SIF

(Serviço de Inspeção Federal), habilitado para exportação, com capacidade para abater 1200 suínos/dia, situado na região Oeste do Estado do Paraná, integrado aos produtores.

3.2. Métodos

3.2.1. Amostragem

O plano de amostragem empregado foi definido segundo orientação do Prof.

Ass. Dr. Adalberto José Crocci do Depto. de Bioestatística do Instituto de Biociências da Unesp, Campus de Botucatu-SP.

Foram analisadas amostras de um total de três UPLs e respectivas UCTs. Em cada UPL foram realizadas duas repetições, totalizando a avaliação de seis lotes.

Em cada repetição, as amostras foram coletadas em triplicata por ponto a cada 10

dias (Anexo 1), durante todo o desenvolvimento do lote, desde o nascimento até a idade de abate de acordo com os pontos identificados na Figura 1 e descritos nos itens 3.2.1.1 e 3.2.1.2.

As codificações dos lotes em estudo (lote 1A, lote 1B, lote 2A, lote 2B, lote 3A e lote 3B) foram estabelecidas de acordo com a granja de origem (1, 2 e 3) e a repetição (A e B).

Em decorrência d uma questão operacional da granja, os lotes 3A e 3B foram agrupados em um único lote após a saída da UPL e, portanto, tratados como lote 3AB a partir da etapa de crescimento e terminação (UCT).

14

Quadro 1: Distribuição das datas de início de acompanhamento dos lotes e seus respectivos abates.

lotes

lote 1A

lote 1B

lote 2A

lote 2B

lote 3A

lote 3B

Datas

Nascimento

11/06/03 09/07/03

11/06/04

18/08/04

02/03/05 09/03/05

Saída UPL-M 03/07/03 30/07/03

01/07/04

07/09/04

18/03/05 25/03/05

Saída UPL-C 11/08/03 09/09/03

06/08/04

12/10/04

30/04/05 30/04/05

Saída UCT

23/11/03 21/12/03

06/12/04

31/01/05

07/07/051

Abate

24/11/03 22/12/03

07/12/04

01/02/05

08/07/05

1 Agrupamento entre os lotes 3A e 3B (lote 3AB)

Os animais terminados de cada lote, com idade aproximada de 158 dias e com 115kg de peso vivo, aproximadamente, foram acompanhados durante o abate, a partir de coletas de amostras desde o seu desembarque no matadouro-frigorífico até a etapa de frigorificação das carcaças.

As amostras dos locais de produção foram coletadas a cada 10 dias de acordo com os pontos identificados na Figura 1 e descritos nos itens 3.2.1.1. e 3.2.1.2. (Anexo 1).

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Figura 1: Fluxograma da produção de suínos em sistema intensivo de múltiplos locais e os respectivos pontos de coletas de amostras para pesquisa de Salmonella sp.

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Figura 2: Fluxograma do abate de suínos e os respectivos pontos de coleta de amostra para pesquisa de Salmonella sp.

17

3.2.1.1. UPL

Pontos 1, 5, 9 - Amostras de ração: foram coletadas amostras de ração diretamente dos cochos das matrizes e creche, ou diretamente da fábrica de ração em triplicata e pesando, aproximadamente, 250g cada. As amostras de ração coletadas na fábrica, corresponderam às mesmas que eram oferecidas aos animais durante as coletas na maternidade e creche.

Pontos 2, 6 - Amostras de água de beber: foram coletadas em embalagem plástica esterilizada, três amostras de 250ml de água, diretamente na saída do “nipple”

(chupeta) localizado nas baias.

Pontos 3, 7 – Amostra de fezes dos animais: foram coletadas em triplicata, com embalagem plástica rígida e coletor específico para este fim, aproximadamente 80g de fezes diretamente do piso da maternidade e creche.

Pontos 4, 8 – Amostra do ambiente da maternidade e creche: com a utilização de moldes de polietileno estéreis (adaptado do modelo USDA) e esponjas Nasco™

previamente hidratadas com 10ml de solução salina, foram amostrados três pontos aleatórios de 100cm2 cada, sendo que cada esponja foi acondicionada separadamente em sacos plásticos estéreis individuais Nasco™, para análise em triplicata.

Ponto 10 – Amostra de água (reservatório central): 250ml de água de abastecimento da granja foram coletados em embalagem plástica.

Todas amostras foram acondicionadas em recipiente isotérmico com gelo reciclável até o início das análises, exceto às dos Pontos 1, 5 e 9 que foram mantidas em temperatura ambiente até o início das análises.

18

3.2.1.2. UCT

O procedimento de coleta de amostras realizado na UCT foi idêntico àquele descrito em 3.2.1.1. para as UPLs sendo que os pontos foram numerados conforme a Figura 1 e citados a seguir:

Pontos 11, 15 – Amostra de ração (cocho e estoque);

Nas UPLs, o ponto 9 foi chamado de “ração de fábrica” pois havia

processamento e mistura de ingredientes. Nas UCTs, o ponto 15 foi denominado como “ração de estoque” uma vez que na propriedade havia somente estocagem da ração antes de ser fornecida aos animais.

Ponto 12 – Amostras de água de beber;

Ponto 13 – Amostra de fezes dos animais;

Ponto 14 – Amostra do ambiente das baias de crescimento;

Ponto 16 – Amostra de água (reservatório central)

Todas amostras foram acondicionadas conforme descrito em 3.2.1.1.

3.2.1.3. Local de Abate

Após terem atingido a idade de abate, os animais foram embarcados nos caminhões de transporte, geralmente no final do dia ou início da noite. Os caminhões seguiam viagem até o frigorífico, ocorrendo o desembarque dos animais após as 22:00 h. A partir deste momento se iniciava a tomada de amostras no local de abate de acordo com os pontos identificados na Figura 2 e descritos a seguir.

Ponto 18 – Amostras de ambiente das pocilgas: antes da entrada dos animais em estudo nas pocilgas foram amostrados cinco pontos aleatórios de 200cm2 cada, totalizando 1000cm2, através da utilização de moldes de polietileno estéreis 19

(Adaptado do Modelo USDA) e esponjas Nasco™ previamente hidratadas com 10 ml de solução salina. Cada esponja foi acondicionada separadamente em sacos plásticos estéreis individuais Nasco™, para análise em quintuplicata.

Ponto 19 - Amostras de fezes dos animais: após um período aproximado de 8 horas de jejum e dieta hídrica e minutos antes da condução dos animais para o abate, foram coletadas, com uso de embalagem plástica rígida e coletor esterilizados, amostras de fezes dos suínos no piso das pocilgas. Esta análise foi realizada em quintuplicata.

A fim de facilitar a coleta de amostras do ponto 20 ao ponto 30, após a insensibilização elétrica e punção de carótidas e jugulares, as carcaças foram penduradas na nória, deixando-se um gancho vazio para aumentar o intervalo entre as carcaças e facilitar a coleta. As coletas foram procedidas basicamente acompanhando-se as carcaças 2, 4, 6, 8 e 10 do lote em estudo.

Ponto 20 – Amostra de água residual de escaldagem: foram coletadas em frasco plástico estéril, aproximadamente 250ml de água residual utilizada para a escaldagem dos suínos, após a saída da quinta carcaça do túnel de escaldagem.

Ponto 21 – Amostra de água residual de lavagem dos suínos após depilação e toalete (chicoteamento úmido): foram coletadas em frasco plástico estéril, aproximadamente 250ml de água residual durante a passagem pelos chuveiros de aspersão das carcaças 2, 4, 6, 8 e 10 do lote em estudo. Esta tomada de amostra foi realizada num único frasco.

Para facilitar a tomada de amostras nos pontos 22, 23 e 25, as carcaças de número 2, 4, 6, 8 e 10 e vísceras correspondentes foram separadas no Departamento de Inspeção Final (DIF) antes da pesagem e lavagem final.

20

Ponto 22 – Amostra de musculatura da região da papada: após abertura, exposição da papada e desvio das carcaças ao DIF, foi coletada, com uso de utensílios previamente esterilizados, porção muscular da região da papada das carcaças 2, 4 e 6 que foram acondicionadas em sacos plásticos estéreis. Foi definido que as carcaças 8 e 10 seriam separadas, porém amostradas, somente a partir do ponto 27.

Ponto 23 – Amostra das superfícies externas e internas das carcaças após a evisceração (FIGURA 3): através do uso de uma esponja estéril Nasco™ hidratada em 10ml de solução salina, foi feita a coleta em três pontos diferentes da porção externa das carcaças 2, 4 e 6, Ponto 23e (pernil, lombo e pescoço), através da utilização de molde de polietileno estéril (Adaptado do Modelo USDA) de 100 cm2, totalizando 300 cm2, conforme descrito por KORSAK et al. (1998). A esponja foi acondicionada em saco plástico estéril Nasco™. Da mesma forma, foi realizada tomada de amostra para a porção interna, Ponto 23i, (região pélvica, abdominal e torácica) das mesmas três carcaças do lote em estudo (FIGURA 3).

Ponto 24 – Amostra de superfície da mesa de inspeção: a mesa giratória foi amostrada logo após a passagem do lote em estudo e a higienização da mesma, com uso de molde de polietileno estéril de 100cm2 e esponja hidratada Nasco™

sendo, a seguir, a esponja acondicionada em saco plástico estéril Nasco™. Este procedimento foi efetuado em triplicata.

Ponto 25 – Amostra de linfonodos mesentéricos: foi coletado o mesentério das mesmas três carcaças que foram amostradas no Ponto 23, sendo acondicionados em sacos plásticos estéreis. Somente no laboratório, os linfonodos foram separados do mesentério para pesagem.

21

Ponto 26 – Amostra da serra de meias-carcaças: foi amostrada, com uso de “swab”

estéril, toda a superfície cortante da serra logo após a serragem das carcaças. O

“swab” foi acondicionado em 10ml de Água Peptonada Tamponada 1% (APT). A tomada de amostra foi realizada entre as divisões das 3 carcaças utilizadas para tomada de amostras dos pontos 23 e 25.

Ponto 27 - Lavagem final de meias-carcaças: durante a passagem das carcaças separadas no DIF (carcaças 2, 4, 6, 8 e 10) pelos chuveiros de aspersão foram coletadas em frasco plástico estéril, uma amostra composta com volume aproximado de 250ml de água residual de lavagem final das 5 carcaças.

Ponto 28, 30 - Amostra superficial de carcaça antes e após a frigorificação: o procedimento de coleta utilizado para estes pontos foi idêntico ao descrito para o ponto 23, sendo porém realizada a coleta em 5 carcaças do lote em estudo (carcaças 2, 4, 6, 8 e 10). As esponjas foram acondicionadas separadamente em sacos plásticos estéreis.

Ponto 29 – Amostra da região da coluna vertebral serrada: foi amostrada, com uso de “swab” estéril a região da coluna vertebral da meia-carcaça suína. O “swab” foi recolhido em tubo contendo 10ml de APT. Para esta amostragem foram utilizadas as mesmas carcaças amostradas no ponto 28 e 30.

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Figura 3: Áreas de amostragem da superfície externa e interna das carcaças suínas, pontos 23, 28 e 30 (Figura 2).

23

3.2.2. Pesquisa de Salmonella sp.

3.2.2.1.

Método

convencional

Foi utilizado o método preconizado pelo USDA (2002) com algumas

adaptações de acordo com o ponto de coleta. As amostras de musculatura de papada (25g), linfonodos mesentéricos (25g) e ração (25g) foram transferidas para um saco plástico estéril contendo 225 ml de Água Peptonada Tamponada 1% (APT) (OXOID); às esponjas de superfícies e de carcaças foram acrescidos 100ml de APT.

Para as amostras de água, alíquotas de 25 ml foram transferidas para tubos cônicos estéreis que foram centrifugados a 3500 x g/15min (CAP-LAB). O sobrenadante foi descartado e 25ml de APT foram adicionados aos tubos. Todas as amostras em APT foram incubadas a 35-37ºC/18-24h, correspondendo à etapa de pré-

enriquecimento. Para as amostras de “swabs” o próprio tubo contendo 10ml de APT

foi incubado na mesma condição anterior.

Para o enriquecimento seletivo foram utilizados os caldos tetrationato (OXOID) com novobiocina (INLAB) 0,004% (TTn) e Rapapport Vassiliadis (RV) (OXOID) que foram inoculados respectivamente com alíquotas de 1ml e 0,1ml a partir de amostras pré-enriquecidas em APT. A incubação foi feita a 35-37ºC/24h e 42±0,2ºC/24h para o TTn e RV, respectivamente.

A seguir, a partir de cada um dos caldos de enriquecimento seletivo, foi feita a semeadura em placas contendo ágar xilose lisina desoxicolato (XLD) (OXOID) e ágar sulfito de bismuto (BS) (OXOID), as quais foram incubadas a 35-37ºC/24h. As placas de BS foram reincubadas por 24h adicionais, para a verificação de novas colônias típicas. Colônias típicas (5 -8) foram repicadas para tubos contendo ágar tríplice açúcar ferro (TSI) (OXOID) e ágar lisina ferro (LIA) (DIFCO), que foram 24

incubados a 35-37ºC/24h. Os isolados que apresentaram reação característica para Salmonella foram submetidos à prova de soroaglutinação em lâmina, empregando-se antisoro polivalente flagelar e somático (Probac™). As amostras positivas para esse teste foram submetidas à caracterização bioquímica com a realização das provas de: hidrólise da uréia pela ação de urease, produção de indol a partir do triptofano pela enzima triptofanase, fermentação da glicose (VM, VP), utilização do citrato como única fonte de carbono, prova da motilidade e utilização do malonato.

Para as amostras de fezes foram realizados 2 protocolos de análise, denominados de Protocolo 1 e Protocolo 2 (Figura 4).

No Protocolo 1 realizou-se a inoculação direta de fezes nos caldos TTn e RV, em unidades analíticas de 1 e 0,1g, respectivamente, sem a realização da etapa de pré-enriquecimento. Utilizou-se ainda um 2º tubo de TTn inoculado com 0,1g de fezes e que foi incubado a 42±0,2°C/24h. No Protocolo 2 procedemos de acordo com a metodologia utilizada para os outros pontos, tendo sido utilizado 01 TTn adicional e que foi incubado a 42±0,2°C/24h.

Nas etapas subseqüentes ao enriquecimento seletivo em TTn e RV, foram seguidas as mesmas condições descritas para todas as análises.

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Protocolo 1

Protocolo 2

FEZES

FEZES

0,1g

1g

1g

25g

RV

TTn

TTn

225mlAPT

Incubação:

42ºC/24h

35-37ºC/24h

42ºC/24h

35-37ºC/18-24h

0,1ml

1ml

1ml

XLD

BS

XLD

BS

XLD

BS

Incubação:

RV

TTn

TTn

XLD: 35-37ºC/24h

BS: 35-37ºC/48h

42ºC/24h

35-37ºC/24h

42ºC/24h

Colônias Típicas:

Testes bioquímicos

Testes sorológicos

Sorotipagem

XLD

BS

XLD

BS

XLD

BS

Incubação:

XLD 35-37ºC/24h

BS 35-37ºC/48h

Colônias Típicas:

Testes bioquímicos

Testes sorológicos

Sorotipagem

Figura 4: Protocolos de análises para pesquisa de Salmonella sp. em fezes APT = água peptonada tamponada; RV = Rapapport Vassiliadis; TTn = tetrationato + novobiocina; XLD = ágar xilose lisina desoxicolato; BS = ágar bismuto sulfito

26

3.2.2.2. Método alternativo